Fiches de révision : Les milieux de culture

Sommaire

• Fiche 1 : Milieux d'isolement non sélectifs (usuels)
• Fiche 2 : Milieux sélectifs et différentiels des bacilles Gram négatifs
• Fiche 3 : Milieux sélectifs et différentiels des cocci Gram positifs
• Fiche 4 : Géloses pour identification spécifique
• Fiche 5 : Géloses d’application technique

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Fiche 1 : Milieux d'isolement non sélectifs (usuels)

Objectif : Savoir décrire le rôle et les caractéristiques des géloses nutritive et au sang, ainsi que les types d’hémolyse.

🎯 Points essentiels

• Les milieux non sélectifs permettent la croissance de la majorité des bactéries sans inhibition.
• Gélose nutritive : milieu simple de base pour bactéries non exigeantes.
• Gélose au sang : permet la culture de germes exigeants et l’observation de l’hémolyse.

📚 Définitions / Notions clés

• Bactéries non exigeantes : se développent sur un milieu simple (ex : E. coli).
• Bactéries exigeantes : nécessitent des facteurs de croissance supplémentaires (ex : Streptococcus, Haemophilus).
• Hémolyse : lyse des globules rouges autour d’une colonie.
  • α (alpha) : hémolyse partielle, verdâtre.
  • β (bêta) : hémolyse totale, zone claire.
  • γ (gamma) : pas d’hémolyse.

⚙️ Mécanisme / Méthode

• Gélose au sang : on peut utiliser sang frais (hémolyse visible) ou sang cuit (gélose chocolat, libère les facteurs X et V pour Haemophilus).
• Lecture : après incubation, observer la zone autour des colonies.

🧪 Exemple

• Streptococcus pyogenes donne une hémolyse β (zone claire nette) sur gélose au sang frais.
• Haemophilus influenzae pousse sur gélose chocolat (nécessite facteurs X et V).

⚠️ Pièges / Erreurs fréquentes

• Confondre hémolyse β et γ : vérifier la transparence totale.
• La gélose chocolat n’est pas du chocolat, mais du sang chauffé.
• Ne pas utiliser de gélose au sang pour des germes non exigeants (perte de spécificité).

🔗 Liens avec d’autres notions

• Gélose au sang utilisée aussi pour antibiogramme de certains germes.
• Les milieux sélectifs (fiches suivantes) inhibent une partie des bactéries.

❓ Auto-test

• Quels sont les trois types d’hémolyse et leurs aspects ?
• Pourquoi la gélose chocolat est-elle dite « cuite » ?
• Citez un exemple de bactérie exigeante et le milieu adapté.

✅ Réponses

• α = verdâtre, β = clair, γ = aucun changement.
• Le sang est chauffé pour libérer les facteurs X et V.
• Haemophilus influenzae → gélose chocolat.

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Fiche 2 : Milieux sélectifs et différentiels des bacilles Gram négatifs

Objectif : Savoir décrire et différencier les géloses Drigalski, MacConkey, Hektoen pour l’isolement des entérobactéries.

🎯 Points essentiels

• Ces milieux contiennent des inhibiteurs des Gram positifs (sels biliaires, colorants).
• Ils sont différentiels grâce à un sucre (lactose) et un indicateur de pH.
• Permettent l’identification présomptive des entérobactéries.

📚 Définitions / Notions clés

• Gélose Drigalski : bleu de bromothymol → colonies lactose+ jaunes, lactose– bleues/vertes.
• Gélose MacConkey : rouge neutre → colonies lactose+ roses/rouges, lactose– incolores.
• Gélose Hektoen : recherche de Salmonella et Shigella ; détection fermentation sucres et production H₂S (colonies à centre noir).

⚙️ Mécanisme / Méthode

• Drigalski et MacConkey : le lactose fermenté produit des acides qui font virer l’indicateur.
• Hektoen : contient lactose, saccharose et thiosulfate. H₂S + fer → précipité noir.

🧪 Exemple

• E. coli : lactose+ → colonies jaunes (Drigalski) ou roses (MacConkey).
• Salmonella : lactose–, H₂S+ → colonies incolores à centre noir (Hektoen).

⚠️ Pièges / Erreurs fréquentes

• Drigalski et MacConkey sont similaires mais indicateurs différents.
• Hektoen ne différencie pas bien les lactose– non H₂S (ex : Shigella colonies incolores sans noir).
• Ne pas confondre Drigalski (bleu de bromothymol) et MacConkey (rouge neutre).

🔗 Liens avec d’autres notions

• Milieux d’orientation pour coprocultures.
• Différenciation des entérobactéries lactose+/lactose–.

❓ Auto-test

• Quelle est la couleur des colonies lactose+ sur Drigalski ?
• Sur Hektoen, que signifie un centre noir ?
• Citez deux inhibiteurs des Gram+ dans MacConkey.

✅ Réponses

• Jaunes.
• Production de H₂S.
• Sels biliaires et violet de cristal.

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Fiche 3 : Milieux sélectifs et différentiels des cocci Gram positifs

Objectif : Savoir décrire Chapman et Baird-Parker pour l’isolement des staphylocoques et la distinction de S. aureus.

🎯 Points essentiels

• Chapman : forte concentration en NaCl (75 g/L) → sélection des staphylocoques halophiles.
• Baird-Parker : plus spécifique pour S. aureus avec tellurite et lécithine.
• Différenciation par le mannitol (Chapman) ou la lécithinase (Baird-Parker).

📚 Définitions / Notions clés

• Halophile : tolère les fortes concentrations en sel.
• Fermentation du mannitol → acidification → virage au jaune (Chapman).
• Réduction du tellurite → colonies noires (Baird-Parker).
• Lécithinase → halo clair autour de la colonie (Baird-Parker).

⚙️ Mécanisme / Méthode

• Chapman : mannitol + rouge de phénol. Si mannitol + → acide → jaune.
• Baird-Parker : gélose contenant tellurite de potassium et jaune d’œuf (lécithine).
  • S. aureus réduit le tellurite (noir) et hydrolyse la lécithine (halo).

🧪 Exemple

• Staphylococcus aureus : colonies jaunes sur Chapman, noires avec halo sur Baird-Parker.
• Staphylococcus epidermidis : colonies roses sur Chapman, noires sans halo (ou absence de croissance).

⚠️ Pièges / Erreurs fréquentes

• Tous les staphylocoques poussent sur Chapman → ne pas conclure S. aureus sans mannitol +.
• Baird-Parker : certains S. aureus peuvent ne pas donner d’halo (faux négatif).
• Chapman ne différencie pas les staphylocoques à coagulase négative entre eux.

🔗 Liens avec d’autres notions

• Identification de S. aureus : confirmer par coagulase et DNase.
• Milieux sélectifs Gram+ autres : gélose au sang pour streptocoques.

❓ Auto-test

• Pourquoi la gélose Chapman est-elle sélective des staphylocoques ?
• Quels sont les deux caractères observés sur Baird-Parker pour S. aureus ?
• Quelle est la couleur d’une colonie de S. aureus sur Chapman ?

✅ Réponses

• Forte teneur en sel (75 g/L) inhibe la plupart des autres bactéries.
• Colonies noires (tellurite réduit) et halo clair (lécithinase).
• Jaune (fermentation du mannitol).

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Fiche 4 : Géloses pour identification spécifique

Objectif : Connaître le principe des géloses CLED et chromogènes pour l’orientation rapide.

🎯 Points essentiels

• CLED : milieu pour ECBU ; empêche l’envahissement par Proteus ; différentiel lactose.
• Chromogènes : substrats enzymatiques incolores → coloration spécifique des colonies.
• Identification directe sans tests supplémentaires.

📚 Définitions / Notions clés

• CLED (Cystine Lactose Electrolyte Deficient) : faible électrolyte → pas de swarming de Proteus ; contient lactose et bleu de bromothymol.
• Milieux chromogènes (UriSelect, ChromID) : substrats libérant un chromophore par enzyme bactérienne.

⚙️ Mécanisme / Méthode

• CLED : lecture comme MacConkey (lactose+ jaunes, lactose– vertes).
• Chromogène : la colonie prend la couleur correspondant à l’enzyme.
  • Exemple : E. coli → β-glucuronidase → rose ; Enterococcus → β-glucosidase → bleu.

🧪 Exemple

• Sur UriSelect : E. coli rose, Proteus orange, Klebsiella bleu-vert.
• Sur CLED : E. coli jaune, Pseudomonas vert (lactose–).

⚠️ Pièges / Erreurs fréquentes

• Les géloses chromogènes peuvent donner des faux positifs si la flore est mixte.
• CLED n’est pas sélectif, certaines bactéries Gram+ peuvent pousser.
• La couleur sur chromogène dépend de l’incubation (respecter le temps).

🔗 Liens avec d’autres notions

• Alternative aux milieux traditionnels (MacConkey pour urines).
• Utilisation en bactériologie rapide.

❓ Auto-test

• Quel est l’avantage du CLED par rapport à MacConkey pour les urines ?
• Quel principe est à la base des géloses chromogènes ?
• Citez une coloration typique d’E. coli sur chromogène.

✅ Réponses

• Empêche le swarming de Proteus.
• Substrat enzymatique libérant un chromophore.
• Rose (β-glucuronidase).

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Fiche 5 : Géloses d’application technique

Objectif : Connaître Mueller-Hinton pour antibiogramme et Sabouraud pour champignons.

🎯 Points essentiels

• Mueller-Hinton (MH) : milieu standard pour antibiogramme par diffusion (disques).
• Sabouraud : milieu sélectif pour levures et moisissures, additionné d’antibiotiques.
• Respect des normes (épaisseur, pH, cation).

📚 Définitions / Notions clés

• Antibiogramme par diffusion : disques imprégnés d’antibiotiques déposés sur MH ; mesure des diamètres d’inhibition.
• Sabouraud : faible pH (5.6) et antibiotiques (chloramphénicol) → inhibe bactéries.
• Milieu standard : composition précise recommandée par le CLSI/EUCAST.

⚙️ Mécanisme / Méthode

• MH : milieu gérosé riche, pH 7.2-7.4, avec cations (Ca²⁺, Mg²⁺) ajustés.
• Sabouraud : contient peptone, glucose, agar, chloramphénicol (ou gentamicine).

🧪 Exemple

• Candida albicans : colonies crémeuses, blanches sur Sabouraud à 30°C.
• E. coli : inhibé par le chloramphénicol (ne pousse pas sur Sabouraud).

⚠️ Pièges / Erreurs fréquentes

• Utiliser une gélose MH trop épaisse → sous-estimation des diamètres.
• Sabouraud sans antibiotiques → contamination bactérienne.
• Ne pas incuber Sabouraud en atmosphère enrichie en CO₂ (favorise bactéries).

🔗 Liens avec d’autres notions

• MH peut être supplémentée en sang pour germes exigeants (MH-F).
• Sabouraud utilisé en mycologie médicale.

❓ Auto-test

• Pourquoi Mueller-Hinton est-elle obligatoire pour l’antibiogramme ?
• Quel agent est ajouté à Sabouraud pour inhiber les bactéries ?
• Quel pH a le milieu Sabouraud ?

✅ Réponses

• C’est le milieu standardisé pour la diffusion : reproductibilité.
• Chloramphénicol (ou autre antibiotique).
• Acidité (pH 5.6) défavorable aux bactéries.